Embryon et pluripotence : épigénétique et environnement (EPEE)

Animation: Alice Jouneau (alice.jouneau@inrae.fr)

L’équipe EPEE est composée de 21 personnes. Elle compte des personnels INRAE du département « Physiologie Animale et Systèmes d’Elevage (PHASE) », de l’Ecole Nationale Vétérinaire d’Alfort (ENVA), et de la société ALLICE, regroupant des compétences en Biologie du Développement, Biologie Moléculaire et Cellulaire, Edition de Génome, Epigénétique, Imagerie, Morphocinétique, Micromanipulations, Microfluidique, Biotechnologies de l'embryon, Culture cellulaire, Transcriptomique et Métabolomique. Plusieurs membres de l'équipe sont rattachés à des plateformes ou ateliers de l’unité (plateforme d'imagerie MIMA2, atelier de production d'embryon de ruminants).

Composition au 1er octobre 2022 : Gilles Charpigny (CRHC), Alice Jouneau (CRHC, HDR, animatrice de l'équipe), Amélie Bonnet Garnier (CRN, HDR), Sophie Calderari (CRN), Florence Boitrelle (PUPH), Emine Hamza (AHU), Alline de Paula Reis (MC ENVA), Laurent Boulanger (IR1), Pierre Adenot (IR1- MIMA2), Bernadette Banrezes (IR2), Fabienne Nuttinck (IR ENVA), Emilie Trautmann (IE), Olivier Dubois (IE), Elodie Poumerol (AI), Catherine Archilla (AI), Thierry Sainte Beuve (AI), Martine Letheule (AI- MIMA2), Jean-François Oudin (TR). Romina Via-y- Rada-Fernandez (doctorante), Marion Ben Dayan (doctorante), Jihad Omar (doctorant).

Thématique globale

Lors de la fécondation, la fusion des gamètes fortement différenciés aboutit à la formation d’un embryon totipotent. Les cellules embryonnaires totipotentes vont ensuite se redifférencier au cours du développement préimplantatoire pour donner les différents lignages cellulaires de l’embryon. Ceci suppose un "remodelage" architectural et une reprogrammation épigénétique du génome embryonnaire, nécessaires à son activation transcriptionnelle puis à la mise en place au stade blastocyste des cellules pluripotentes de la masse cellulaire interne (ICM) et des premières cellules différenciées du trophectoderme. Au sein de l'ICM, se distinguent les précurseurs de l'épiblaste pluripotent qui formera le fœtus et ceux de l'hypoblaste (ou endoderme primitif) qui contribuera à certaines annexes extra-embryonnaires. Le trophectoderme formera l’essentiel du placenta. La compréhension et le contrôle de ces premières étapes du développement embryonnaire sont déterminants pour l’efficacité reproductive des animaux. De plus, les conditions dans lesquelles se déroulent ces premières étapes peuvent affecter le phénotype des individus à naître. Les recherches menées dans l’équipe s’inscrivent donc dans la double perspective de comprendre et d’améliorer la fertilité des animaux, et de caractériser les déterminants précoces de l’élaboration du phénotype individuel. 

Thématiques scientifiques

• Reprogrammation épigénétique du génome embryonnaire : Totipotence, pluripotence et premières différenciations

Après la fécondation, le remodelage des génomes parentaux conduit à la formation d’un embryon totipotent dont l’état transcriptionnel et épigénétique va se modifier au cours du développement embryonnaire précoce. La pluripotence, qui se met en place dans les cellules de l’ICM, est un processus évolutif qui prend fin à la gastrulation, au moment où se différencient les lignages embryonnaires. On distingue l’état naïf, qui caractérise les précurseurs de l’épiblaste dans l’ICM et les cellules ESC qui en dérivent, et l’état amorcé correspondant aux cellules de l’épiblaste pré-gastrulation et aux cellules EpiSC qui en dérivent.

Notre objectif est de comprendre les mécanismes, notamment épigénétiques, mis en œuvre pour remodeler les génomes parentaux et conduire à la totipotence. Nous étudions comment ces mécanismes coopèrent avec les voies de signalisation pour contrôler la transition entre les différents états de pluripotence puis vers la différenciation des premiers lignages embryonnaires.

Pour analyser ces phénomènes, nous nous attachons à comparer le lapin, le bovin et la souris. Nous utilisons les cellules pluripotentes dérivées in vitro (ESC et EpiSC) chez la souris afin d'étudier l’évolution de la pluripotence. Des systèmes de culture 3D sont en cours de développement pour rendre ces modèles in vitro plus représentatifs de l’embryon.  

Seules les cellules pluripotentes naïves dérivées in vitro présentent toutes les potentialités de différentiation in vitro comme in vivo et permettent de former des chimères germinales après avoir été agrégées avec un embryon hôte. Ces cellules présentent donc un grand intérêt pour l’obtention d’animaux génétiquement modifiés, et comme source pour fabriquer des organoïdes. Elles n'existent pas à l'heure actuelle chez les animaux domestiques. Chez le lapin et le bovin nous nous attachons à analyser comment les cellules pluripotentes se mettent en place dans l'embryon et nous caractérisons le transcriptome de cellules pluripotentes candidates dérivées in vitro. Notre double objectif est de comprendre comment la pluripotence est régulée dans les différentes espèces et d'obtenir des cellules pluripotentes naïves in vitro chez les Mammifères non rongeurs.

• Effet du microenvironnement : Programmation périconceptionnelle.

Un autre volet de notre activité fondamentale concerne l’étude des altérations induites par le microenvironnement de l’ovocyte et de l’embryon in vitro mais aussi in vivo (e.g. l’état nutritionnel de la mère) aussi bien en termes de modifications épigénétiques que d’expression génique.

Il est maintenant clairement démontré que l’environnement dans lequel se déroulent l'ovogénèse et les toutes premières étapes du développement embryonnaire influencent le phénotype (et la santé) de l’individu à naître, avec des manifestations détectables au cours du développement mais qui peuvent aussi ne se révéler qu’à l’âge adulte (concept de programmation périconceptionnelle). Sous dépendance systémique, des modifications du régime nutritionnel ou du statut métabolique maternel ont des répercussions sur la composition du microenvironnement in vivo de l’ovocyte et de l’embryon. Par ailleurs, la mise en œuvre des biotechnologies de l'embryon, tant en agronomie qu'en médecine humaine, implique des modifications importantes de l'environnement de l’ovocyte et de l’embryon, tous deux manipulés in vitro.

Nos travaux visent à caractériser les altérations métaboliques, moléculaires et épigénétiques induites par les modifications du micro-environnement précoce, susceptibles d’affecter le phénotype de l’individu.

Nous nous intéressons à différents types de modifications de l'environnement in vitro et à différentes périodes sensibles à ces modifications : maturation ovocytaire (composition du milieu de maturation), fécondation (signaux calciques, potentiel redox et composition en métabolites du milieu de fécondation), et premières étapes de développement (composition du milieu de culture). In vivo, nous nous intéressons aux impacts de désordres métaboliques (régime riche en graisse par exemple).

Dans l’équipe nous étudions plus spécifiquement les conséquences de ces perturbations sur la reprogrammation des génomes parentaux et la mise en place des premiers lignages. Leurs effets sur le développement fœtal, placentaire et à plus long terme sont également pris en compte, en collaboration avec d’autres équipes de l’UMR.

Chez le bovin, le développement se poursuit par une phase importante d’élongation du trophoblaste. Cette phase très dépendante des interactions avec l’endomètre maternel ne peut être obtenue in vitro. Elle s’accompagne de nombreux évènements transcriptionnels qui participent au « dialogue » entre les organismes maternel et embryonnaire. L’équipe étudie les composants maternels produits par l’endomètre qui concourent à la différenciation de l’embryon et de ses annexes. Elle est engagée dans l’élaboration de modèles de culture associant des organoïdes endométriaux et des embryons pour comprendre comment les interactions entre ces deux organismes permettent d’orienter le phénotype de l’embryon.

• Amélioration des biotechnologies de l’embryon

Depuis plusieurs décennies, les connaissances sur l’embryon et son micro environnement ont permis de développer différentes biotechnologies de la reproduction telles que la Maturation In Vitro (MIV), la Fécondation In Vitro (FIV), l’Injection Intra-Cytoplasmiques de Spermatozoïde (ICSI), la culture in vitro de l’embryon jusqu’au stade blastocyste. Ces biotechnologies présentent un fort intérêt économique et de santé publique du fait de leurs applications zootechniques (production d’embryons in vitro chez le bovin) et médicales chez l’homme (traitement de l’infertilité). Cependant, les taux de gestation obtenus après transfert des embryons produits in vitro restent faibles et variables dans ces deux espèces. L’innocuité des procédures est également discutée.

Un des objectifs appliqués de nos travaux de recherche est l’amélioration de ces résultats en vue d’une meilleure valorisation sur le terrain. Deux leviers sont actuellement privilégiés :

 (i) l’amélioration de la composition des milieux de maturation, fécondation ou culture in vitro afin de les rendre plus fiables et d’améliorer l’aptitude au développement ultérieur des embryons produits in vitro.

 (ii) l’amélioration de la sélection des embryons produits in vitro selon leur viabilité (capacité à produire une gestation et une naissance). Nos travaux visent à identifier différents marqueurs précoces et non invasifs (produits du métabolisme et profil morphocinétique) et à les relier à des potentiels de développement différents. L’objectif est de construire et valider un outil prédictif permettant aux utilisateurs de ces biotechnologies de mieux sélectionner les embryons à transférer.

Modèles animaux utilisés

Selon la question scientifique posée, l'équipe travaille sur des embryons de lapin, bovin ou souris.

Approches Méthodologiques

• Production et micromanipulations d'embryons de mammifères :
  • Production d'embryons bovins in vitro par maturation, fécondation, développement in vitro. Microinjections nucléaires et cytoplasmiques, ICSI, biopsies, microdissections, production de chimères. Culture microfluidique robotisée.
• Imagerie :
  • Immunofluorescence, DNA et RNA FISH 3D appliquée à l'embryon. Imagerie ex-vivo et suivi morphocinétique : time-lapse (en lumière blanche et fluorescence). Analyse d'images semi-automatisée, deep-learning.
• Biologie Cellulaire et Moléculaire :
  • Dérivation et culture de cellules embryonnaires pluripotentes de souris (ES et EpiSC). Edition de génome et de l'épigénome.
  • RNA-Seq, microarrays dédiés au lapin et bovin, RT-qPCR, ddPCR, adaptés à la faible quantité de matériel présent dans l’embryon
  • ATAC-Seq (en cours de miniaturisation)
  • Métabolomique (1H RMN)

Réseaux

• LABEX « REVIVE-2 » centré sur les cellules souches et la médecine régénérative (porteur : Institut Pasteur, V. Duranthon membre du comité de direction)
• Groupements de recherche : GDR « ADN : Architecture du Noyau » et GDR de microscopie fonctionnelle du vivant, GDR Repro, GDR Organoïdes.
• SFEF (Société Française pour l'Etude de la Fertilité), SF DoHad (Société Francophone Origines Développementales de la Santé), FSSCR (Société Française de Recherche sur les Cellules Souches), AETE -European Embryo Technology Association.
• Réseaux européens COST action (Epiconcept, RGB-Net, CellFit)
• PHC Campus France :  Projet Stephanik (2020-2021), Projet Vang Gogh (2018-2019)

Collaborations

• Régionales : 
  • Unités expérimentales du centre INRAE de Jouy-en Josas : SAAJ et IERP
  • UMR INRAE GABI Jouy
  • UMR INRAE MaIAGE
• Nationales :
  • UMR INRAE DMEM
  • UMR INRAE PRC
  • INSERM U 846 Lyon Stem Cell and Brain Research
• Internationales :
  • Enrique Gomez Centro de Biotecnología Animal-SERIDA Gijon, Espagne
  • Veronique Azuara, Imperial College, London, Royaume-Uni.
  • Hendrick Marks, Radboud University, Nijmegen, Pays-Bas
  • Poul Hyttel, Department of Veterinary and Animal Sciences, University of Copenhagen Danemark
  • Jozef Laurencik Constantine the Philosopher University, Nitra, Slovak Republic
  • Leif Andersson, Uppsala University, Suède
  • Frederick Lanner, Karolinska Institut, Stockolm, Suède
  • P. Humblot, Uppsala University, Suède

Partenariat

• ALLICE : équipe d'accueil de personnel ALLICE : www.allice.fr

Publications significatives (2016-2020)

2020

• Burton A, Brochard V, Galan C, Ruiz-Morales ER, Rovira Q, Rodriguez-Terrones D, Kruse K, Le Gras S, Udayakumar VS, Chin HG, Eid A, Liu X, Wang C, Gao S, Pradhan S, Vaquerizas JM, Beaujean N, Jenuwein T, Torres-Padilla ME. Heterochromatin establishment during early mammalian development is regulated by pericentromeric RNA and characterized by non-repressive H3K9me3.  Nat Cell Biol. 2020 Jul;22(7):767-778. doi: 10.1038/s41556-020-0536-6.
• Peyny M, Jarrier-Gaillard P, Boulanger L, Daniel N, Lavillatte S, Cadoret V, Papillier P, Monniaux D, Peynot N, Duranthon V, Jolivet G, Dalbies-Tran R. Investigating the role of BCAR4 in ovarian physiology and female fertility by genome editing in rabbit. Sci Rep. 2020;10(1):4992. doi: 10.1038/s41598-020-61689-6.
• Bell E, Curry EW, Megchelenbrink W, Jouneau L, Brochard V, Tomaz RA, Mau KHT, Atlasi Y, de Souza RA, Marks H, Stunnenberg HG, Jouneau A, Azuara V. Dynamic CpG methylation delineates subregions within super-enhancers selectively decommissioned at the exit from naive pluripotency. Nat Commun. 2020;11(1):1112. doi: 10.1038/s41467-020-14916-7.

2019

• Dirks RAM, van Mierlo G, Kerstens HHD, Bernardo AS, Kobolák J, Bock I, Maruotti J, Pedersen RA, Dinnyés A, Huynen MA, Jouneau A, Marks H. Allele-specific RNA-seq expression profiling of imprinted genes in mouse isogenic pluripotent states. Epigenetics Chromatin. 2019 ;12(1):14. doi: 10.1186/s13072-019-0259-8.
• Sanz G, Daniel N, Aubrière MC, Archilla C, Jouneau L, Jaszczyszyn Y, Duranthon V, Chavatte-Palmer P, Jouneau A. Differentiation of derived rabbit trophoblast stem cells under fluid shear stress to mimic the trophoblastic barrier. Biochim Biophys Acta Gen Subj. 2019 ; 1863(10):1608-1618. doi: 10.1016/j.bbagen.2019.07.003. Epub 2019 Jul 3.
• Rousseau-Ralliard D, Couturier-Tarrade A, Thieme R, Brat R, Rolland A, Boileau P, Aubrière MC, Daniel N, Dahirel M, Derisoud E, Fournier N, Schindler M, Duranthon V, Fischer B, Santos AN, Chavatte-Palmer P. A short periconceptional exposure to maternal type-1 diabetes is sufficient to disrupt the feto-placental phenotype in a rabbit model. Mol Cell Endocrinol. 2019;480:42-53. doi: 10.1016/j.mce.2018.10.010.
• May-Panloup P, Brochard V, Hamel JF, Desquiret-Dumas V, Chupin S, Reynier P, Duranthon V. Maternal ageing impairs mitochondrial DNA kinetics during early embryogenesis in mice. Hum Reprod. 2019;34(7):1313-1324. doi: 10.1093/humrep/dez054.

2018

• Bernardo AS*, Jouneau A*, Marks H, Kensche P, Kobolak J, Freude K, Hall V, Feher A, Polgar Z, Sartori C, Bock I, Louet C, Faial T, Kerstens HHD, Bouissou C, Parsonage G, Mashayekhiv K, Smith JC, Lazzari G, Hyttel P, Stunnenberg HG, Huynen M, Pedersen RA, Dinnyes A. Mammalian embryo comparison identifies novel pluripotency genes associated with the naïve or primed state. Biology Open 2018 doi: 10.1242/bio.033282.
• Bonnet-Garnier A, Kiêu K, Aguirre-Lavin T, Tar K, Flores P, Liu Z, Peynot N, Chebrout M, Dinnyés A, Duranthon V, Beaujean N. Three-dimensional analysis of nuclear heterochromatin distribution during early development in the rabbit. Chromosoma. 2018;127(3):387-403. doi: 10.1007/s00412-018-0671-z.
• Canon E, Jouneau L, Blachère T, Peynot N, Daniel N, Boulanger L, Maulny L, Archilla C, Voisin S, Jouneau A, Godet M, Duranthon V. Progressive methylation of POU5F1 regulatory regions during blastocyst development. Reproduction. 2018;156(2):145-161. doi: 10.1530/REP-17-0689.
• Fabrèges D, Daniel N, Duranthon V, Peyriéras N. Control of the proportion of inner cells by asymmetric divisions and the ensuing resilience of cloned rabbit embryos. Development.2018 145(8). doi: 10.1242/dev.152041
• Tosolini M, Brochard V, Adenot P, Chebrout M, Grillo G, Navia V, Beaujean N, Francastel C, Bonnet-Garnier A, Jouneau A. Contrasting epigenetic states of heterochromatin in the different types of mouse pluripotent stem cells. Sci Rep. 2018;8(1):5776. doi: 10.1038/s41598-018-23822-4.
• Duranthon V, Chavatte-Palmer P. Long term effects of ART: What do animals tell us? Mol Reprod Dev. 2018 (4):348-368. doi: 10.1002/mrd.22970. 23. Review.

2017

• Tapponnier Y, Afanassieff M, Aksoy I, Aubry M, Moulin A, Medjani L, Bouchereau W, Mayère C, Osteil P, Nurse-Francis J, Oikonomakos I, Joly T, Jouneau L, Archilla C, Schmaltz-Panneau B, Peynot N, Barasc H, Pinton A, Lecardonnel J, Gocza E, Beaujean N, Duranthon V, Savatier P. Reprogramming of rabbit induced pluripotent stem cells toward epiblast and chimeric competency using Krüppel-like factors. Stem Cell Res. 2017:106-117. doi: 10.1016/j.scr.2017.09.001.
• Nuttinck F, Jouneau A, Charpigny G, Hue I, Richard C, Adenot P, Ruffini S, Laffont L, Chebrout M, Duranthon V, Guienne BM. Prosurvival effect of cumulusprostaglandin G/H synthase 2/prostaglandin2 signaling on bovine blastocyst: impact on in vivo posthatching development. Biol Reprod. 2017;96(3):531-541.
• Carvalho AV, Canon E, Jouneau L, Archilla C, Laffont L, Moroldo M, Ruffini S, Corbin E, Mermillod P, Duranthon V. Different co-culture systems have the same impact on bovine embryo transcriptome. Reproduction. 2017;154(5):695-710. doi: 10.1530/REP-17-0449.
• Lelièvre JM, Peynot N, Ruffini S, Laffont L, Le Bourhis D, Girard PM, Duranthon V. Regulation of heat-inducible HSPA1A gene expression during maternal-to-embryo transition and in response to heat in in vitro-produced bovine embryos. Reprod Fertil Dev. 2017;29(9):1868-1881. doi: 10.1071/RD15504.

2016

• Sepulveda-Rincon LP, Dube D, Adenot P, Laffont L, Ruffini S, Gall L, Campbell BK, Duranthon V, Beaujean N, Maalouf WE. Random Allocation of Blastomere Descendants to the Trophectoderm and ICM of the Bovine Blastocyst. Biol Reprod.2016.
• Osteil P, Moulin A, Santamaria C, Joly T, Jouneau L, Aubry M, Tapponnier Y, Archilla C, Schmaltz-Panneau B, Lecardonnel J, Barasc H, Mouney-Bonnet N, Genthon C, Roulet A, Donnadieu C, Acloque H, Gocza E, Duranthon V, Afanassieff M, Savatier P. A Panel of Embryonic Stem Cell Lines Reveals the Variety and Dynamic of Pluripotent States in Rabbits. Stem Cell Reports. 2016;7(3):383-98.
• Kone MC, Fleurot R, Chebrout M, Debey P, Beaujean N, Bonnet-Garnier A. 3D Distribution of UBF and Nopp140 in Relationship to rDNA Transcription During Mouse Preimplantation Development. Biol Reprod.2016;94(4):95. doi: 10.1095/ biolreprod.115.136366.
• Salvaing J, Peynot N, Bedhane MN, Veniel S, Pellier E, Boulesteix C, Beaujean N, Daniel N, Duranthon V. Assessment of 'one-step' versus 'sequential' embryo culture conditions through embryonic genome methylation and hydroxymethylation changes. Hum Reprod. 2016.
• Chavatte-Palmer P, Tarrade A, Kiefer H, Duranthon V, Jammes H. Breeding animals for quality products: not only genetics. Reprod Fertil Dev. 2016;28(1-2):94-111.
• Chavatte-Palmer P, Vialard F, Tarrade A, Dupont C, Duranthon V, Lévy R. DOHaD and pre- or peri-conceptional programming. Med Sci (Paris). 2016;32(1):57-65.